嗜碱性粒细胞偏高和红细胞压积低（活化的中性粒细胞外泌体是COPD元凶）

来源：中西医结合治疗慢阻肺管理平台

我们在这里描述了一种新的致病实体即活化的PMN(多形核白细胞,中性粒细胞)衍生的外泌体。这些CD63 /CD66b 纳米囊泡在PMN脱粒期间获得能够结合于表面的中性粒细胞弹性蛋白酶（NE)，NE以对α1-抗胰蛋白酶（α1AT）具有抗性的构型定向。这些外泌体分别通过整合素Mac-1和NE结合并降解细胞外基质(ECM)引起慢性阻塞性肺病(COPD)。由于ECM靶向和α1AT抗性，外泌体NE比游离NE更有效。重要的是这种PMN衍生的外泌体仅存在于COPD患者临床标本中而不存在于健康对照受试者标本中，并且能够以NE驱动的方式将COPD疾病表型从人转移至小鼠。对另一种中性粒细胞驱动的ECM重塑疾病支气管肺发育不良[BPD]也观察到类似的结果。这些发现揭示了外泌体在ECM稳态疾病如COPD和BPD发病机制中以前未被重视的作用，为蛋白水解损伤提供了关键机制。

外泌体是细胞外囊泡，直径<150nm，由大多数细胞响应刺激而释放。外泌体被认为是细胞-细胞之间通讯的介质，以及多种蛋白质、脂质和核酸的细胞间递送者。最近的研究表明外泌体还可以含有具有完整酶活性的蛋白酶。

多形核白细胞（PMNs，主要是中性粒细胞）的蛋白酶在肺部慢性炎性疾病中具有重要作用。抗蛋白酶屏障与PMN分泌的蛋白酶之间相互作用的紊乱参与肺细胞外基质(ECM）重塑相关的疾病包括慢性阻塞性肺病（COPD）和支气管肺发育不良（BPD）。COPD的发病与吸烟相关，在全球致死性疾病中排行第四，是由蛋白酶-抗蛋白酶失衡导致的肺病的典型例子。COPD的特征在于炎性气道阻塞和肺气肿，引起咳嗽、呼吸短促和呼吸衰竭。在COPD致病机制的蛋白酶-抗蛋白酶体系中，最重要的是PMN衍生的丝氨酸蛋白酶中性粒细胞弹性蛋白酶（Neutrophil Elastase, NE）及其肺部主要的抑制剂α1-抗胰蛋白酶（α1AT）。NE具有广泛的底物，能够降解构成大部分肺间质基质的两种ECM结构蛋白即I型胶原和弹性蛋白。研究表明将足以破坏抗蛋白酶屏障剂量的NE或其它蛋白酶滴入动物气道引起肺气肿。α1AT的活性降低与COPD有关，研究表明即使在没有接触烟草烟雾或其他危险因素的情况下α1AT的遗传缺陷也会引发COPD。

尽管有证据支持NE在肺实质变形的发展中发挥重要作用，但α1AT施加的肺抗蛋白酶屏障是强有力的，并且NE绕过它破坏ECM的机制仍不清楚。本文章研究了NE是否以外泌体形式存在，以及这些外泌体是否可能绕过α1AT并导致炎性肺病。该报道定义了PMN衍生的新外泌体群体，通过不受约束的NE活性降解ECM。

来自活化PMN的外泌体表达增加表面NE酶活性

我们检测了由细菌甲酰化肽（一种典型的PMN刺激剂）甲酰-蛋氨酸-亮氨酸-苯丙氨酸（fMLP）激活的PMN释放的外泌体称为“活化的外泌体”，以及由溶剂处理的PMN组释放的''静态外泌体”，这两种外泌体在大小（~100nm），数量和电子显微镜下的外观都相似（Fig.1A）。静态和活化的外泌体均表达PMN相关蛋白，但通常在活化的外泌体中表达更丰富（Fig.1B），其中也包括每个外泌体的总蛋白。使用荧光激活细胞分选（FACS）技术在下拉PMN标记物CD66b并对NE进行染色之后，我们发现NE存在于外泌体的表面，证实活化的外泌体的表面NE数量高于静态的外泌体（Fig.1C-1E）。我们检测到来自静态和活化的PMN CD66b 外泌体珠子结合的数量相等。然而，与静态外泌体相比在活化外泌体NE的平均荧光强度（MFI）显著增加（Fig.1C和1D）。几乎所有活化的外泌体在其表面表达NE（89.2％），而仅有1％的静态外泌体表达NE（Fig.1E）。

接着我们研究了PMN衍生的外泌体相关NE是否以活跃和底物易接近状态存在于这些外泌体的表面上。使用BODIPY标记弹性蛋白（DQ弹性蛋白），在该蛋白分子裂解时发出荧光，我们发现当与活化的外泌体结合时，NE以活性的底物易接近的形式存在。相比之下，静态的外泌体几乎没有促弹性蛋白解离能力(Fig.2A）。通过蛋白质免疫印迹，质谱和FACS等方法进行酶促实验检测，结果证实活化外泌体的NE水平升高（Fig.1B-1D）。我们使用拟肽比色NE底物N-甲氧基琥珀酰基-Ala-Ala-Pro-Val对硝基苯胺（pNA）探测了外泌体NE的酶学性质，再次发现活化的外泌体比静态的外泌体具有更强的活性（Fig.2B），外泌体NE与NE底物具有与纯化的蛋白酶相同的Km（140mM）。NE活性在活化和静态外泌体之间的差异基本上与表面分布“全或无”相一致并且与外泌体内部的NE表观数量相反（Fig. 1D-1F）。

外泌体NE和纯化的NE活性都受到人NE抑制剂II（一种不可逆转，高度特异性靶向NE的小分子抑制剂）的强烈抑制（Fig.2C和2D）。与纯化的NE相反（Fig.2C），活化的外泌体NE对α1AT的抑制具有抗性（Fig. 2D）。与α1AT抑制纯化的NE呈剂量反应相比，我们确定活化的外泌体NE对α1AT的敏感性比溶液相蛋白酶低9倍（使用经历单次冻融循环的外泌体）。随后发现新鲜的，未冷冻的，活化的外泌体NE几乎完全抵抗α1AT抑制（Fig.3B和S2B），显然是由于表面结合的NE的比例较高，因为这种表面结合的形式可以免受α1AT抑制（见下文）。这些实验表明静态的外泌体含有表面结合的底物易接近的NE很少，但是PMN活化导致外泌体将表面暴露的NE置于允许底物进入但仍对α1AT具有抗性的位置。

当PMN被激活时释放NE到溶液中，其中一些通过细胞膜上蛋白多糖的离子相互作用而重新结合到PMN表面。为了确定外泌体是否可能发生类似的机制，用纯化的人NE处理静态的PMN外泌体。然后假定静态的外泌体表面暴露NE活性具有活化的外泌体表型（Fig. 3A）。此外，我们应用阳离子物质硫酸鱼精蛋白促使NE从活化的外泌体表面释放出来，这些NE能被α1AT灭活，即使在该剂量下α1AT对与外泌体结合状态下的NE无抑制作用（Fig.3B）。用阳离子氨基酸L-赖氨酸获得了类似的结果，但是用中性氨基酸L-脯氨酸没有获得类似结果。这些发现与我们的假设相一致即携带阳离子净电荷的NE通过大体积但弱的离子相互作用与外泌体表面结合，这可能由蛋白多糖介导将NE结合到细胞膜上同时也可以在外泌体表面上观察到。然后NE呈现催化活性取向使得在空间上阻碍α1AT结合。总的来说，这些结果还表明，当在外泌体释放附近发生脱粒时，PMN释放的外泌体在细胞外获得大部分表面NE（Fig. 3C-3G）

接着我们试图测试外泌体NE的活性是否扩展到I型胶原蛋白，这是肺中胶原蛋白最丰富的一种形式。这种蛋白质可被PMN外泌体蛋白质组中的几种蛋白酶切割（Fig.1B)，包括NE本身（Kafienah等，1998）。在不同时间点不管活化和静态外泌体是否存在均可以用电子显微镜观察I型胶原（Fig.4A-4F）。静态和活化的PMN外泌体均与胶原纤维相关，如果有的话，在胶原网络之间可以发现（Fig.4B,4C）。相反，活化的（Fig.4E）而不是静态的（Fig.4D）外泌体随着时间的推移明显地破坏了胶原纤维，并且在此过程中它们似乎会崩解。通过活化的外泌体降解胶原纤维似乎是局部的（Fig.4E,4F），在反应完成后具有明显保留的区域（Fig.4E），可能代表不与外泌体接触的原纤维。这表明物理接触对外泌体水解胶原蛋白很重要；我们假设这种接触集中于蛋白水解过程，并允许外泌体“钻”入接触的底物区域，而不是将蛋白水解酶释放到溶液中产生更多的扩散反应。

然后使用不同剂量外泌体孵育进行ELISA检测验证这种外泌体-胶原蛋白物理结合的特异性，其中ELISA板是用I型胶原蛋白包被用于检测外泌体乳铁蛋白；随着外泌体剂量的增加，外泌体-胶原结合的数量线性增加（Fig.4G）。然后我们检测外泌体如何与胶原蛋白结合。由于肿瘤外泌体使用整合素进行组织靶向结合（Hoshino等，2015），我们假设白细胞整合素Mac-1（由外泌体蛋白质组中存在的二聚亚基aM[CD11b]和b2 [CD18]组成）（Fig.1B），通过aM-I结构域结合包括I型胶原蛋白和弹性蛋白等多种ECM蛋白有助于外泌体胶原相互作用。为了检验这一假设，我们在Mac-1 aM-I结构域的有效特异性非肽抑制剂（MP-9）存在下重复了ELISA实验（Podolnikova等，2015）发现结合呈现剂量依赖性并且完全抑制（Fig.4H）。相反，精氨酸-甘氨酸-天冬氨酸（RGD），一种广泛的整合素抑制肽（D'Souza等，1991）无法结合Mac-1（Podolnikova等，2015; Van Strijp），即使在比MP-9测试的浓度高得多的浓度下也没有抑制作用（Fig.4H）。这些结果证实外泌体与胶原纤维的结合是通过Mac-1的aM-I结构域介导的。为了与Mac-1的相对广泛的结合特异性保持一致，还发现外泌体与弹性蛋白结合（Fig.S2C）。重要的是，这些发现证明了蛋白水解外泌体相对于它们各自的大小发挥超大降解能力的第二种机制。这些与ECM产生物理结合聚焦在蛋白水解底物位点的外泌体NE活性。为了测试NE和其他外泌体蛋白酶对体外观察到的胶原酶活性的相对贡献，我们测定了外泌体和纯化的NE针对FITC标记的I型胶原底物（Fig.4I,4J）。同先前报道的结果一致（Kafienah等，1998），纯化的NE具有很强的胶原酶活性（Fig.4J）。类似于我们对弹性蛋白和合成NE底物的发现，再次发现活化的外泌体与静态的外泌体具有二元差异（Fig.4I），并且发现外泌体数量和纯化NE的活性比率与用其他NE底物观察到的结果相似。因为I型胶原蛋白也是其它几种PMN衍生蛋白酶的底物，我们测试了NE对这种活化的外泌体胶原酶活性的相对贡献（使用人NE抑制剂II）并且发现外泌体胶原酶活性被阻断（Fig.4J），与使用NE特定比色底物时观察到的程度相似（Fig.2D）。总之，这些实验证明活化的外泌体具有主要以NE依赖性方式降解胶原的能力。

这些外泌体在体外结合并降解胶原蛋白和弹性蛋白的强大能力加上对α1AT抑制的抗性表明这些纳米囊泡可能破坏肺中的细胞外基质并引起肺气肿。为了在体内验证这个假设，将这些外泌体通过气管给药方式进入小鼠气道中。在该模型中，与PBS处理的小鼠相比，来自多个献血者的活化而非静态的PMN外泌体引起COPD的症状，肺泡增大，气道阻力增加和右心室肥大（RVH)（Fig.5A-5D）。这种效应不存在小鼠种属和性别差异，即发生在雄性A/J小鼠也发生在雌性（C57BL/6）小鼠中（Fig.S3A）。在给予活化的外泌体后3天观察到肺泡增大并且每天在增长，到第6天和第7天之间达到峰值（Fig.5E）。此外，单剂量外泌体给药后肺泡增大持续至少3周，和肺气肿的症状类似（Fig.S3B）。肺泡增大呈现剂量反应性，发生峰值效应所需的外泌体最小剂量在1.67×108和1.67×107之间，肺泡增大程度在1.67×106个外泌体剂量下显著减小（Fig.5F）。用人NE抑制剂II处理活化的PMN的外泌体再进行小鼠气道给药，肺泡增大显著减少（Fig.5G）。因此，NE是体内活化外泌体给药导致肺泡增大的主要驱动因素。为了证实小鼠中的这种肺泡增大与肺ECM的分解相关，分别用活化，静态的外泌体以及PBS处理动物，并进行支气管肺泡灌洗。然后通过质谱测量小鼠支气管肺泡灌洗液（BALF）中乙酰-脯氨酸-甘氨酸-脯氨酸（PGP）的量，这是一种与ECM转换相关的胶原蛋白片段化产物，并且已知在COPD肺分泌物中增加（O'Reilly等，2009）。活化的外泌体处理的动物BALF中的PGP水平显着增加，而静态外泌体处理的动物没有显著变化（Fig.S3C）。这些发现与外泌体的直接肺泡破坏结果一致，而不是炎性细胞流入的间接影响（未观察到任何相应程度;参见Fig. 5A和S4中的代表性组织学和BALF细胞计数）。这与其他人之前已经注意到的最小外泌体免疫原性一致（Zhu等，2017）。尽管肺气肿的发展与ECM降解有关，但上皮细胞生物学和恢复力的紊乱，显著增加上皮细胞凋亡（Demedts等，2006; Mouded等，2009）也与COPD发病机理有关。因此，我们用RNA测序和mRNA表达途径分析（Ingenuity Pathway Analysis，QIAGEN）研究活化和静态PMN外泌体对人原发性气道上皮细胞的影响，外泌体暴露剂量为3.7×105/1.9cm2的，该剂量按照在先前文献中报道的平均雌性A/J小鼠肺表面积（Knust等，2009）进行计算，相当于给予1.00×108个外泌体处理动物（每单位面积）。然而，在活化的和静态的外泌体处理的细胞之间仅观察到mRNA的微小差异，并且这些差异似乎不太可能解释肺泡增大，因为活化的和静态的外泌体处理的细胞之间与PBS处理的细胞相似（Fig.S5），而静态的外泌体不会引起肺泡增大。这表明，虽然可能对外泌体处理的动物的肺细胞有影响，但肺泡增大主要是由ECM的直接水解驱动的。

我们发现与活化的外泌体一样，纯化的人NE引入小鼠气道时引起剂量反应性肺泡增大（Fig.5H），该结果和以前报道的在类似哺乳动物模型中研究结果相一致（Janoff等，1977；Senior等，1977）。然而，适度但显著的肺泡增大所需的剂量为3,333ng/小鼠，该剂量是1.67×107活化的外泌体相结合NE剂量（活性位点滴定为0.33ng）的10,000倍（Fig.5F）。因此，当NE与外泌体相结合时在体内更具致病性，这可能是由于对蛋白酶活性的抗性以及与ECM蛋白物理结合的能力。

虽然我们使用fMLP作为PMN模型激活剂，但我们质疑这些发现是否特定于该化合物或反映PMN生物学的普遍现象。因此，我们用CXCR2配体PGP激活PMN，这有助于COPD受试者的PMN活化并导致小鼠肺气肿（Weathington等，2006）。Fig.5I展示来自PGP处理的PMN外泌体引起的肺泡增大类似于fMLP处理的PMN衍生的外泌体。PGP是由香烟烟雾（CS）诱导的COPD的生物标志物，并且在戒烟后持续存在于COPD中，传播中的PMN驱动的慢性炎症表明引发蛋白水解外泌体（Gaggar和Weathington，2016；Weathington等，2006）。

使用抗体包被磁珠的捕获和酸脉冲释放方法发现引起肺泡增大的活化外泌体分别表达PMN特异性标志物及外泌体标志物CD66b和CD63，但不表达气道上皮标志物MUC4（Fig.5J）。此外，CD66b 和CD63 外泌体群的消耗可以分别完全阻止肺泡增大（Fig.5J），证明引起疾病的外泌体同时表达这两种标志物，这与它们的PMN外泌体起源相一致。

接下来我们评估了这些活化的PMN外泌体是否存在于COPD患者的肺部。从COPD患者或健康从不吸烟对照人群的BALF中纯化外泌体（NS）（Tab.S1A）。与NS对照BAL相比，从COPD获得数量及大小相似的外泌体（Fig.S6A-S6D）。Fig.6A上图显示了代表性的组织学变化，证明来自COPD患者个体而非健康对照人群的合并BALF外泌体给予小鼠时发生显著的肺泡增大（Fig.6B）和RVH（Fig.6C）。应当注意的是每只小鼠暴露的外泌体的总数（2.4×109分为6次给药，每次4×108）是病理相关剂量。该数量落在1mL COPD BALF（平均浓度2.06×109±0.55 / mL）即成年小鼠肺的体积中观察到的数量范围内。这也在我们先前于成年小鼠的肺灌洗液中观察到的外泌体数目（低端）范围内（~1×109-1×1010）。当这样的COPD BALF衍生的外泌体被分成当前和先前吸烟者时，那些来自当前吸烟者的外泌体导致肺泡增大（Fig.6B），尽管不是显著变化。与不吸烟的健康人群BALF外泌体相比，当前和先前吸烟人群的外泌体均引起显着的肺泡增大（Fig.6B）。与活化的PMN外泌体相比，需要更长的暴露时间和更多数量的COPD BALF外泌体（2.4×109）才能观察到病理学（Fig.5F）。这可能反映了来自不同细胞来源的BALF外泌体混合物致病效力低于PMN单一来源的外泌体。

通过人NE抑制剂II显著钝化反应的能力证实了NE在COPD BALF衍生的外泌体导致肺气肿中的突出作用（Fig.6A，左下和6B）。引起疾病的COPD BALF衍生的外泌体是CD66b ，而不是MUC4 ，这个结果被外泌体在从用CD66b抗体包被的磁珠捕获和释放后引起肺泡增大的能力所证明，而不是MUC4（Fig.6D）。有趣的是，发现COPD BALF外泌体通过CD66b捕获富集了致病亚群，该现象通过导致肺泡增大所需的外泌体数量所证实，即较低数量（5×108）COPD BALF外泌体导致肺泡增大而未纯化的COPD BALF外泌体需要较高数量2.4×109个。该数量的CD66b BALF衍生的外泌体类似于引起疾病的活化外周血衍生的PMN外泌体的数量（Fig.5F）。相比之下，CD66b包被的磁珠捕获纯化不能富集来自NS的外泌体产生肺泡增大活性（Fig.6D）。通过用人NE抑制剂II治疗完全消除了COPD BALF衍生的CD66b 外泌体引起肺泡增大的能力（Fig.6A，中下和右下，6D）。然而值得注意的是，人NE抑制剂II消除了由COPD BALF外泌体混合群引起的肺泡增大~70％-75％，而它完全阻止了由CD66b COPD BALF外泌体引起的肺泡增大。接下来我们测试了来自COPD个体和对照受试者BALF的外泌体，并发现10/10 COPD受试者BALF外泌体引起显著的不同程度肺泡增大，而用来自对照受试者个体BALF的外泌体治疗的小鼠具有边缘（如果有的话）肺泡增大（Fig.6E）。已经证明COPD BALF外泌体导致肺泡增大主要由CD66b 外泌体群体上存在的NE驱动（而N/S CD66b 纯化的BALF外泌体没有），接下来我们用抗CD66b珠子进行三个COPD和三个对照N/S BALF外泌体的下拉。为了更好地阐明这些外泌体的差异，我们分析了相同数量的CD66b 外泌体（Fig.S6E）。这表明与相同数量的对照N/S BALF外泌体相比，通过FACS对COPD CD66b 外泌体的NE抗体染色显著增加（Fig.6F）。事实上COPD BALF中约96.1％CD66b 外泌体表达NE，而NS BALF仅有约1.3％CD66b 外泌体表达NE（Fig.6G）。人NE抑制剂II部分钝化COPD患者混合外泌体的致病性（Fig.6B），以及对纯化的CD66b COPD外泌体的阻断（Fig.6D），暗示COPD BALF中可能存在另一种不太突出的的致病性外泌体群，其不表达CD66b并且通过非NE依赖性机制起作用。

接下来我们测试了蛋白水解外泌体群将肺中疾病特征从人转移到小鼠的现象是否是COPD特有的或炎性肺病的一般特征。为了研究这一点，我们从具有严重BPD和妊娠年龄匹配的足月非BPD对照的插管新生儿的气管分泌物中纯化并合并外泌体（n = 5）。供体特征如表S1B所示。由于麻醉可导致该年龄段的动物丢失，将外泌体以15μL鼻内（in）给予产后第3天新生雌性C57/BL6幼崽，剂量为每只小鼠4×108，共3次总计1.2×109，并于出生后第14天处死。如Fig.7所示，用BPD外泌体处理的小鼠发展出BPD的形态学和生理学特征，即肺泡发育不全（定量为放射肺泡计数，RAC）（Fig.7A和7B），增加了气道阻力（Fig.7C）以及RVH（Fig.7D），而非BPD外泌体处理的幼鼠没有相应的特征。为了证实由BPD外泌体诱导的肺泡发育不全是由CD66b 外泌体群体介导的，幼鼠（n = 4）通过鼻内给予纯化的CD66b BPD外泌体，结果发现发育不良程度与未纯化BPD外泌体暴露结果相同分别为RAC 5.2±0.37和5.2±0.19。这些结果补充了COPD结果，并突出了该途径在中性粒细胞性肺部疾病中的普遍性。

PMN在慢性疾病的先天免疫反应中起关键作用，在器官损伤的辨别或发展之间提供关键的枢纽（Richmond等，2016）。在这里，我们将PMN衍生的富含NE的外泌体鉴别为PMN驱动的炎症和组织损伤之间基本联系的新的亚细胞实体。此外，我们描述了一种新机制即这些外泌体能够通过抗蛋白酶的识别进行蛋白水解，并且我们定义了一种特异性靶向ECM方法。该报告第一次提供了非感染性亚细胞实体从人转移到小鼠后重现疾病表型的证据。因此，这项研究揭示了以前不受重视的炎症，蛋白质水解和基质重塑之间的相互作用，对未来的研究具有深远的影响。

鉴于在这些外泌体（包括NE本身）上观察到丰富的抗微生物蛋白，这些外泌体也可能在针对细菌病原体的先天免疫防御中发挥作用。然而，在疾病中这些PMN外泌体的过量活性导致ECM损伤最后引发肺泡单位丢失，这导致COPD患者的肺气肿和BPD病例的肺泡简化。结果，具有这种外泌体的COPD患者可能被视为在肺泡间质中α1AT功能缺失。这种外泌体可能导致其他肺部疾病如囊性纤维化中出现的肺结构变形，与PMN驱动的过度炎症和NE的局部升高有关。

对外泌体NE抑制作用的抗性可能是由于它们在外泌体膜上所占位置形成的固有空间位阻，据报道当NE与PMN细胞膜结合时会发生（Owen，2008; Owen等，1995）。这似乎是由NE分子和外泌体膜之间离子相互作用介导的（Fig.3）。尽管这些外泌体降解ECM蛋白的能力主要由NE驱动，但在活化的外泌体蛋白质组中也观察到其他蛋白酶如MMP-9（Fig.1B）。除抗蛋白酶抗性外，蛋白酶外泌体与其底物的物理结合可能增强外泌体NE的体内效力，有效地集中了NE的活性。

先前研究表明PMN微囊泡通过组织扩散到缺乏PMN的ECM组织中例如滑膜软骨（Headland等，2015）。活化的PMN“微粒”（本报告中对应于细胞外囊泡称为“外泌体”）已经被报道是通过降解紧密连接而破坏上皮屏障（Butin-Israel等，2016）。因此，活化的PMN外泌体可能将NE从PMN活化区域（例如血管内和肺泡腔）通过细胞面运送到相邻的ECM（例如肺泡间质），从而允许PMN通过代替物促进组织重塑。该报告显著扩展了外泌体的生物学特性，证明了这些细胞外颗粒的有效生物学效应。

我们的研究结果表明这种现象主要是由肺泡ECM床的直接水解引起的。然而，包括细胞凋亡在内的继发细胞效应仍然必须进行，因为肺泡单元的细胞成分也必须丧失才能发生肺泡增大。已知细胞丧失正常ECM引起肺上皮细胞凋亡的现象称为失巢凋亡。失巢凋亡可能是COPD中观察到凋亡细胞中部分或全部的叠加（Mouded等，2009），最近发现COPD受试者的肺ECM直接导致细胞功能紊乱（Hedstro等，2018）。这种机制可以解释观察到用活化的PMN的蛋白水解外泌体处理的动物的肺泡的增大，而在体外与ECM不相关的气道上皮细胞没有明显的直接作用。或者，肺泡与气道相反，上皮细胞可直接受蛋白水解外泌体影响并导致肺气肿。

更具破坏性的外泌体NE而不是溶液相NE的定量可以监测COPD患者的疾病状况，药物功效和早期疾病的进展。先前观察到的NE水平与COPD活性和进展之间的相关性（Betsuyaku等，2000；Sng等，2017）可能通过考虑外泌体相关NE的水平而得到加强。类似地，NE抑制剂对外泌体形式NE的抑制能力是疾病治疗开发的重要考虑因素。考虑到NE对未纯化COPD外泌体的抑制仅部分抑制肺泡增大（Fig.6B），并且因为其他蛋白酶如MMP-12在COPD中也起重要作用（Greenlee等，2007；Hautamaki等，1997），未来纳米粒子与其他蛋白酶相关性的研究是值得的。类似地，应该检查其它类型细胞如巨噬细胞在健康和疾病状态下外泌体的特性变化。这些机制可能潜在地与免疫细胞活化和ECM重塑相关的许多其它疾病如心肌梗塞，转移性癌症及慢性肾病等相关。最后，这些研究至少在体外证明了阻断PMN外泌体致病功能治疗策略的可行性（即NE从外泌体中解离使其对内源性α-1AT敏感，对外泌体Mac-1的抑制以及抑制外泌体NE本身）。顺便提一下，硫酸鱼精蛋白是一种批准用于人类并被广泛使用的药物，可以使得NE从外泌体中解离出来。这些可以用于目前无法控制COPD的治疗以及其它外泌体介导的病理性疾病如BPD。

原文链接：

Genschmer KR, Russell DW, Lal C, et al. Activated PMN Exosomes: Pathogenic Entities Causing Matrix Destruction and Disease in the Lung. Cell. 2019;176(1-2):113-126.e15.

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/30633902

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